DS^TM2000

M1101/M1102

60次/60次×5

建议上样量

3-5 μl/次?？筛萆涎状笮⊙≡窈鲜噬涎?。

DS^TM2000已预混上样缓冲液，可直接进行电泳分析。

建议电泳条件

8 cm  1.7 %琼脂糖凝胶，

0.5×TBE，7 V/cm，40 min。

保存

常温保存3个月，长期保存请置于-20℃。

各条带含量

指示带     150 ng/5μl

非指示带   75 ng/5μl

产品说明

DS^TM2000由6条双链线状DNA片段混合而成，适用于确定100 bp至2 kb的线性双链DNA片段大小，指示带为750 bp，便于电泳后观察。每条带都通过严格的物理定量，可用于测定目的片段的大小和含量。

产品浓度为105 ng/μl。

条带组成（bp）

100、250、500、750、1,000、2,000

注意事项

● 请选择高品质的琼脂糖，并及时更换电泳缓冲液。溶胶不充分会导致因胶浓度不均而出现电泳条带异常；陈旧的缓冲液离子缓冲能力不足，可能导致Marker条带泳动缓慢，并伴随弥散现象。

● 胶浓度、电压、电泳时间是影响DNA片段分离的主要因素，为获得最佳电泳分离效果，建议按照东盛推荐的条件进行电泳分析。

● 上样量的多少取决于样品的浓度与加样孔的大小。由于东盛Marker的浓度较高，通常对于宽3mm（厚0.75-1mm）的加样孔，建议上样2-3 μl，对于宽5mm（厚0.75-1.5mm）的加样孔，建议上样4-6 μl。过多的上样量可能导致条带相互挤压，分散不充分，跑不开，影响条带分离效果。

● 使用本产品进行定量分析时，可将目的片段做梯度上样，选择亮度与Marker条带最为接近的片段进行分析。

● 进行PAGE胶电泳分析时，建议取0.5-1 μl Marker并用1×loading buffer稀释到适当体积上样。

●  对于非变性凝胶电泳，Marker是否需要DNA变性?

答：本公司Marker产品中只有Lambda DNA Marker为质粒酶切产物，在电泳上样前如加热处理可获得最佳效果，其余产品均不需点样前加热处理；另外电压太高也会使凝胶过热和DNA变性造成带型异常。

●  当DNA停留在凝胶点样孔处时该怎么办？

答：检查胶浓度是否在适合分离DNA片段的范围，点样孔是否高质，确保电泳的正负极正确，检查电泳缓冲液是否具有缓冲能力，确保DNA样品的纯度，如进行PCR产物的纯化，确保样本中没有或只存在少量的DNA结合蛋白或其他可与DNA结合的化合物。

●  为什么DNA条带不理想？

答：影响电泳条带的因素很多，如凝胶种类或浓度不合适，质量不佳；上样量过多或过少；样本的纯度不高，盐浓度过高；电泳缓冲液缓冲能力不足，有核酸酶污染；电泳条件不正确；染色不充分或不均匀；跑胶后没有及时拍照。

●  为什么定量数据不正确以及如何准确定量样品？

答：样品和Marker的上样条件不同，参考条带不正确，凝胶的不均匀染色或背景过高都会干扰凝胶定量结果。样品DNA和Marker DNA在电泳前选用相同的上样染料处理，调整样品浓度，使其在凝胶中的含量与分子量最接近标准DNA条带，样品DNA和Marker的上样体积尽量接近，样品用1×上样缓冲液稀释；定量时以分子量最接近的标准条带为参照物，分析样品条带的含量；利用凝胶图像分析软件，如SensiAnsys可对DNA进行准确定量，比目测条带方法更精确。

●  为什么在变性聚丙烯酰胺/尿素凝胶里电泳时会出现杂带？

答：一般来说，双链DNA Marker不推荐用于变性电泳，否则会产生非正常带型，即出现所谓的杂带。这种出现异型带的现象，在100 bp以下的条带极易发生。当您的实验不可避免的要使用变性聚丙烯酰胺/尿素凝胶进行电泳时，我们建议，将样品和Marker选用同样的变性上样缓冲液进行变性处理后上样，以消除二级结构。